Experimentelle Biologie II

Objective

Einführung in das experimentelle biologische Arbeiten: Planung, Durchführung und Auswertung von biologischen Versuchen: Herstellung einer Beziehung zwischen Wissen und praktischem Können. Teil Zellbiologie Kennenlernen der Methoden der Modernen Zellbiologie und Vorstellung der bearbeiteten Projekte. Die Teilnehmer sollten nach dem Kurs in der Lage sein in zellbiologisch orientierten Labors Versuche zu planen, mit experimentellen Arbeiten zu beginnen und über die Resultate Berichte abzufassen. Teil Mikrobiologie Vermittlung grundlegender Techniken in experimenteller Mikrobiologie, mit Betonung auf molekularer Methoden. Teil Licht- und Elektronenmikroskopie Ueberblick über die optischen Kontrastierverfahren in der Lichtmikroskopie. Praktische Einführung in die Elektronen- und die Tunnelmikroskopie biologischer Strukturen.

Content

1.-7. Woche: Zellbiologie einschliesslich Immunologie 8.-11. Woche: Mikrobiologie einschliesslich Gentechnologie 12.-14. Woche: Toxikologie Teil Zellbiologie 1. 5 Tage Strukturaufklärung mittels Licht-und Elektronenmikroskopie: Bildentstehung, Bildverabeitung und Bildinterpretation. Präparationsmethoden, Korrelation von Struktur und Funktion. 2. 3 Tage Zellkultur und Erfassung der Zytoarchitektur (Myofibrillogenese und Zellkommunikation) Immunfluoreszenz mit konfokaler Lichtmikroskopie evt. EM Analyse. 3. 3 Tage Zellfraktionierung mit differentieller Zentrifugation und Analyse der Fraktionen und Organelle auf Proteinebene mit Immunoblot, Enzymelektrophorese und durch Mikroskopie. 4. 3 Tage Analyse der Genexpression von Differenzierungsleistungen in der Embryonal- entwicklung (whole mount in situ Hybrldisierung) und neuralen Zellen (RNA blot). 5. 4 Tage Zellkerne, Chromosomen und Nukleoli: Erfassung von Chromatinstrukturen, Protein-DNA Interaktionen und Analyse von ribosomalen Genen mit molekularbiologischen und elektronenoptischen Methoden. Teil Mikrobiologie Biodegradation und Methanogenese. Am Beispiel der chlorierten Aliphaten wird der mikrobielle Abbau von industriellen Schadstoffen demonstriert. In einer kurzen Einführung in die Biologie methanogener Bakterien werden Methan-Produktion und Hydrogenase-Aktivität gemessen. - Bioenergetik. Am Beispiel der Oxalacetat-Decarboxylase von Klebsiella wird gezeigt, wie man ein membrangebundenes Enzym aus der Membran löst, in eine künstliche Membran einsetzt und kinetisch charakterisiert. - Gezielte Mutagenese und DNA-Sequenzierung mit Hilfe des Bakteriophagen M13 stellen Werkzeuge in der molekularen Genetik dar. - Expression eines Fremdproteins in E.coli. Beim exprimierten Protein handelt es sich um Cytochrom c550 von Bradyrhizobium japonicum, ein Protein, das aufgrund einer Signalsequenz ins Periplasma der Bakterienzelle gelangt. - Genetik von Saccharomyces cerevisiae. Einblick in molekulargenetische und biochemische Techniken. Geninaktivierung mittels homologer Rekombination. Teil Licht- und Elektronenmikroskopie Präparieren: Frisch- und Dauerpräparate. Mikroskopieren: Grundlagen der Lichtmikroskopie. Bildentstehung nach Abbe und nach Airy. Optische Kontrastierverfahren (gerades und schiefes Hellfeld, Dunkelfeld, Phasenkontrast, Polarisation, Differentieller Interferenzkontrast, Fluoreszenz). Dokumentieren: Makro- und Mikrophotographie. - Instrument

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